Virus

Bunyaviridae

Nairovirus es un género de la familia de las Bunyaviridae, que contiene la causa principal de infección vírica de Nairovirus Nairobi.

Nairovirus

Biología molecular

Virión

Envuelto, esférica. Diámetro de 80 a 120 nm.

GENOMA

Segmentado de cadena negativa de ARN del genoma lineal, segmento L es de entre 6,8 y 12 kb, segmento M entre 3,2 y 4,9 kb y segmento S entre 1 y 3 kb.
Codifica durante cuatro a seis proteínas.

LA EXPRESION GENICA

El viral de ARN dependiente de ARN polimerasa (L) se une a un promotor en cada segmento encapsidado, y transcribe el ARNm. La transcripción se termina por una secuencia horquilla fuerte al final de cada gen. ARNm se tapan por la proteína L durante la síntesis.

RÉPLICA

CITOPLÁSMICA

1. Virus atribuye a la sede de los receptores aunque Gn-Gc glicoproteína dímero, y seendocitosis en vesículas en la célula huésped.
2. Fusión de membrana del virus con la membrana de la vesícula; segmentos ribonucleocapsid se liberan en el citoplasma.
3. Transcripción , mRNAs virales se coronó en el citoplasma.
4. Replicación presumiblemente se inicia cuando lo suficientemente nucleoproteína está presente para encapsidar antigenomas y genomas neo-sintetizado.
5. Los ribonucleocapsids migran bajo la membrana plasmática y brotes , liberando el virión.

El género Nairovirus (familia Bunyaviridae) contiene siete serogrupos que constan de 34 virus predominantemente transmitidas por garrapatas, entre ellos varios asociados con humanos y ganado graves enfermedades [por ejemplo, la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo (FHCC) y la enfermedad ovina de Nairobi (NSD), respectivamente]. Antes de este informe, no hay estudios genéticos comparativos o ensayos de detección molecular se han desarrollado para este género de virus. Para caracterizar al menos un representante de cada uno de los siete serogrupos, reacción en cadena reversa de la transcriptasa-polimerasa (RT-PCR) dirigidas a la región que codifica L-polimerasa del genoma de ARN de estos virus fueron diseñados con éxito basada en motivos de aminoácidos conservados en presentar la región del núcleo catalítico predicho. El análisis de secuencia mostró los nairoviruses ser un grupo muy diverso, exhibiendo hasta 39,4% y 46,0% diferencias de identidad de nucleótidos y de aminoácidos, respectivamente.Relaciones genéticas de virus correlacionan bien con agrupaciones serológicos y con las asociaciones de acogida de garrapatas. Los anfitriones de estos virus incluyen tanto el disco (familia Ixodidae) y suave (familia Argasidae) garrapatas. Virus análisis filogenético revela dos grandes grupos monofiléticos: garrapatas dura y virus de garrapatas vectored suaves. Además, los virus vectorizados por Ornithodoros, Carios, y géneros Argas también garrapatas forman tres linajes monofiléticos separados. Las similitudes sorprendentes entre garrapatas y Nairovirus filogenias son consistentes con posible coevolución de los virus y sus anfitriones de garrapatas. Fossil y datos filogenéticos colocando la garrapata suave tic divergencia duro hace entre 120 y 92 millones años sugieren un origen antiguo en busca de virus del género Nairovirus.

Orthobunyavirus es un género de virus de la familia bunyaviridae.

La mayoría de las especies de este género produce enfermedades en el ganado vacuno que se transmiten por la picadura de mosquito flebotomos. En algunos casos son causantes de enfermedad en humanos, como la encefalitis Bunyamera, la encefalitis de La Crosse, la fiebre Bwamba, la fiebre de Guama, la Fiebre de Orepuche o Sambu y laenfermedad de Aino, entre otros.

Orthobunyavirus

Biología molecular

Virión

Envuelto, esférica. Diámetro de 80 a 120 nm.

GENOMA

Segmentado de cadena negativa de ARN del genoma lineal, segmento L es sobre 6.9kb, segmento M sobre 4,5 kb y el segmento S sobre 1kb.
Codifica por seis proteínas.

EXPRESIÓN DE GENES

La transcripción se inicia por viral de ARN dependiente de ARN polimerasa (L) de unión a un promotor en cada segmento encapsidado, y se termina por una secuencia horquilla fuerte al final de cada gen. mRNAs están limitadas por la proteína L durante la síntesis, pero no se polyadenylated.

Segmento S codifica para la proteína NE por fugas de escaneo . Segmento M codifica unapoliproteína que se escinde por la proteasa de acogida en proteínas Gn, NSM y GC.

RÉPLICA

CITOPLÁSMICA

1. Virus atribuye a la sede de los receptores aunque Gn-Gc glicoproteína dímero, y seendocitosis en vesículas en la célula huésped.
2. Fusión de membrana del virus con la membrana de la vesícula; segmentos ribonucleocapsid se liberan en el citoplasma.
3. Transcripción , mRNAs virales se coronó en el citoplasma.
4. Replicación presumiblemente se inicia cuando lo suficientemente nucleoproteína está presente para encapsidar antigenomas y genomas neo-sintetizado.
5. Los ribonucleocapsids migran bajo la membrana plasmática y brotes , liberando el virión.

Introducción

Al final del verano y en el otoño de 2011, se informó de la hipertermia y la caída en la producción de leche en vacas lecheras adultas en el noroeste de Alemania y los Países Bajos [ 1 ]. En algunos casos, diarrea transitoria también se registró en los Países Bajos [ 2 ]. Algunos de los síntomas observados fueron similares a la enfermedad causada por el virus de la lengua azul (BTV) y un resurgimiento de este virus que llevó a una epizootia importante en 2006-2008 en Europa se temía. Sorprendentemente, no se conoce ningún patógeno bovino fue identificado en muestras de bovinos sintomáticos [ 3 - 5 ]. En noviembre de 2011, el Instituto Friedrich-Loeffler (FLI) en Alemania detectó ARN del virus que pertenece a un nuevo virus en un charco de muestras de sangre de las vacas lecheras clínicamente afectados utilizando un enfoque metagenómica [ 3 ]. Este nuevo virus se llama virus de Schmallenberg (SBV) después de que el lugar de origen de las muestras recogidas. Análisis de secuencias de los genomas virales reveló similitudes con virus Akabane, Aino y Shamonda, todos pertenecientes a la Orthobunyavirus género del Bunyaviridae familia.Virus Douglas, Sathuperi y Shamonda más tarde fueron identificados como parientes más cercanos de SBV [6 ]. A tiempo real de transcripción específico inversa cuantitativa PCR (RT-qPCR) entonces fue desarrollado por FLI para detectar el genoma SBV y el protocolo compartida con muchos socios europeos. La inoculación de 9 meses de edad los terneros con sangre de ganado que eran RT-qPCR positivo para SBV o con el virus aislado en Culicoides variipennis células larvas (células Kc) causados ​​fiebre y diarrea mucosa, proporcionando evidencia experimental de que SBV podría ser responsable de la signos clínicos observados [ 3 ].

Este artículo revisa los conocimientos actuales sobre la emergencia, virología molecular, los signos clínicos, diagnóstico y seroprevalencia de SBV y se basa en datos publicados hasta finales de enero de 2013 en revistas revisadas por pares, sistemas de información basados ​​en Internet, como el Programa de Monitoreo Surgimiento de Enfermedades (Promed electrónico), las comunicaciones de los institutos de investigación y los informes oficiales de las instituciones gubernamentales y europeas, como la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria y (EFSA).

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2. Cronología de la infección SBV en Europa

SBV se detectó por primera vez en Alemania y los Países Bajos en 2011 [ 3 ]. En diciembre de 2011, Países Bajos informó un efecto teratogénico de SBV en ovejas con el nacimiento de corderos malformados con el cuello torcido, hyrocephalus y rigidez en las articulaciones [ 2 ]. La presencia de SBV luego se informó en Bélgica a finales de diciembre de 2011 y en el Reino Unido en la 22 ª de enero de 2012. Francia informó de su primer caso de SBV en los 25 º de enero 2012 después de que el genoma del virus se detectó por RT -qPCR en muestras cerebrales de corderos nacidos malformados en las granjas situadas en las divisiones territoriales de "Mosela" y "Meurthe et Moselle" en el noreste de Francia [ 7 ]. La presencia de SBV luego se informó en Luxemburgo, a los 16 º de febrero [ 8 ]. En los 17 º de febrero de SBV se confirmó en una cabra con formato incorrecto en el nordeste de Italia [ 8 ] y en el 12 º de marzo en España (Andalucía), en un cordero recién nacido [ 9 ].

A finales del mes de abril de 2012, SBV se había detectado en 3628 rebaños en Europa [ 10 ]. Explotaciones infectadas por el SBV registrados hasta la fecha correspondían a las infecciones que ocurren en 2011. En mayo de 2012, se detectaron infecciones agudas SBV en el ganado en el suroeste de Francia en la división territorial Pirineos Atlánticos [ 11 ], lo que indica que SBV fue capaz de re- circular después de que el período de invierno. Conclusiones similares también se hicieron después de la detección del virus en el Reino Unido en los corderos recién nacidos que nacen en mayo y junio de 2012 [ 12 , 13 ] y en Alemania en el ganado bovino, ovino y caprino explotaciones muestreadas en 2012 [ 14 ].

A principios de 2012, el desarrollo de ensayos para la detección de anticuerpos anti-SBV, como se explica más adelante en esta revisión, proporcionado una herramienta útil para mostrar evidencia de infección SBV desde viremia es transitoria [ 3 , 15 ].

En el 5 ° de junio de Dinamarca informó de la presencia de anticuerpos contra el SBV en dos de ganado del sur de Jutlandia [ 16 ] y en el 20 º de julio, Suiza confirmó su primer caso de infección aguda SBV en vacas de dos fincas en el cantón de Berna [ 17 ].

Para agosto de 2012, más de 5.500 casos de infección por el SBV en los rumiantes se han registrado en todo el norte de Europa [ 18 ].

A mediados de septiembre, se detectaron anticuerpos anti-SBV en Austria en el ganado y las ovejas [ 19 ]. A principios de octubre de 2012, se informó de la presencia de anticuerpos contra el SBV en el oeste de Polonia en cabras que fueron muestreados a finales de julio de 2012 [ 20 , 21 ] y en Suecia en las vacas [ 22]. A mediados de octubre, se detectaron anticuerpos anti-SBV en el norte de Escocia en una maza y en dos vacas de Finlandia que fueron muestreados a finales de septiembre de 2012 [ 23 ]. Otros estudios sugieren que el virus se había extendido a Finlandia del Sur durante el verano y principios del otoño de 2012 [ 24 ]. A finales de octubre de 2012, se detectó la presencia de SBV en Irlanda en un feto bovino [ 25 , 26 ] y unos días más tarde, en Irlanda del Norte en un ternero mal formado [ 27 , 28 ].

A finales de octubre de 2012, la infección SBV fue confirmada por RT-qPCR y / o serología en aproximadamente 6.000 explotaciones en Europa [ 29 ].

En noviembre de 2012, se detectaron anticuerpos contra el virus en la leche de rebaños de ganado en Noruega [ 30 ], y un brote de SBV se informó en Italia (Cerdeña) en un rebaño de ovejas con los casos de aborto y malformaciones fetales [ 31 ]. A finales de diciembre de 2012, SBV se detectó por primera vez en la República Checa tras el nacimiento de corderos malformadas [ 32 ]. A mediados de enero de 2013, los primeros casos de SBV se confirmaron en Estonia en fetos de ovejas [ 33 ] y al final de enero se confirmó la presencia del SBV en ovejas en Eslovenia [ 34 ].

Todos estos informes muestran que SBV se ha extendido rápidamente en grandes partes de Europa.

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3. virología molecular

Análisis de secuencias virales ha llevado a la clasificación de SBV en el Bunyaviridae familia y laOrthobunyavirus género. El Bunyaviridae familia se compone de 350 virus que se dividen en 5 géneros:Orthobunyavirus, Hantavirus , Nairovirus , Phlebovirus y Tospovirus . Los virus de esta familia infectan a los vertebrados con la excepción de tospovirus que son virus de plantas. Los virus como el virus de la fiebre del Valle del Rift ( Phlebovirus ), virus Akabane ( Orthobunyavirus ) y Nairobi virus de la enfermedad ovina ( Nairovirus ) son patógenos importantes en la medicina veterinaria. Otros virus, tales como hantavirus responsables de la fiebre hemorrágica con síndrome renal y cardio-pulmonar o el síndrome de Crimea -Congo fiebre hemorrágica del virus ( Nairovirus ), pueden causar enfermedad grave en seres humanos. ElOrthobunyavirus género se compone de más de 170 virus divididos en 18 serogrupos. SBV pertenece al serogrupo Simbu, que también incluye el virus Simbu, virus Oropouche, virus Akabane, el virus de Douglas, el virus Sathuperi, virus Aino, virus Shamonda, virus Peaton y muchos otros.

3.1. Genoma y la estructura

El genoma bunyavirus consta de 3 segmentos de sentido negativo de ARN de cadena simple: la L (grande), M S (pequeño) segmentos (medianas) y [ 35 ] (Figura  1 A). Flebovirus y tospovirus difieren de otros bunyavirus ya que su segmento S adopta una estrategia de codificación ambisense. El segmento L codifica la ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRp) L (o proteína L), el segmento M codifica una poliproteína precursora que es co-traduccionalmente escinde en las glicoproteínas de la envoltura Gn y Gc y la proteína no estructural Nm y la S segmento codifica la nucleoproteína N y la proteína no estructural NSs en un marco de lectura abierto de superposición. Los tres segmentos del genoma SBV han sido completamente secuenciado [ 3 , 36 ], pero su estructura y las diferentes proteínas codificadas todavía no están bien caracterizados y sólo pueden ser basan partir de los datos disponibles sobre los virus relacionados (Figura  1B).

Figura 1

Representación esquemática de una partícula de virus genérico bunyavirus (A) y antigenomas SBV (B). (A) El virión bunyavirus tiene un diámetro de 80 a 120 nm. Los tres segmentos de ARN (S, M y L) asociada con la L de la polimerasa y la nucleoproteína N para formar ...

Los viriones de bunyavirus son envueltos, esférica y tienen un diámetro de aproximadamente 80 a 120 nm.Adquieren su membrana cuando en ciernes en el lumen del aparato de Golgi [ 37 - 39 ]. La microscopía electrónica realizado en el FLI confirmado que, de manera similar a otros bunyavirus, la partícula de virus SBV tiene un diámetro de aproximadamente 100 nm y es la membrana de envoltura [ 40 ]. Las partículas de virus de bunyavirus están constituidos de 4 proteínas estructurales: las dos glicoproteínas de la superficie Gn y Gc y el complejo de la polimerasa viral compuesta de la proteína polimerasa L y la nucleoproteína N. Este complejo es responsable de la transcripción y la replicación de los virus que se producen exclusivamente en el citoplasma. Dentro de la partícula de virus, el genoma viral está presente como una ribonucleoproteína (RNP) asociado con muchas copias de la nucleoproteína N y unas cuantas copias de la polimerasa L.

3.2. Ciclo vital

Desde SBV fue descubierto hace poco, muy poco se sabe sobre su ciclo de vida y el conocimiento acumulado en otros bunyavirus sólo puede ser discutido.

El ciclo de replicación del bunyavirus es exclusivamente citoplasmática. Se comienza con el reconocimiento del receptor celular, desconocido para la mayoría de bunyavirus, por los heterodímeros Gn / Gc presentes en la superficie de la membrana del virión [ 41 , 42 ]. Los viriones entran en la célula a través de endocitosis.Cambio de pH en las vesículas induce modificaciones conformacionales de las glicoproteínas virales y la exposición del péptido de fusión Gc [ 43 ]. Los fusibles de la envoltura viral con las membranas de los endosomas y la RNP se liberan en el interior del citoplasma. La transcripción primaria puede iniciar y producir ARNm viral a través de un mecanismo de captura-robo [ 44 ]. Los escinde la proteína L de una secuencia de 10 a 18 nucleótidos del extremo 5 'del ARNm celulares maduros tapados para usarlo como un manual para la iniciación de la transcripción viral. ARNm virales se sintetizan y la traducción por los ribosomas de la célula huésped conduce a la producción de proteínas virales. Se necesitan las proteínas L y N para la replicación del genoma viral y las glucoproteínas forman complejos heterodímero Gn y Gc en el retículo endoplásmico. Entonces ambas glicoproteínas son transportadas al aparato de Golgi a través de una señal de Golgi-retención, situado en Gn para la mayoría de bunyavirus, donde se completa su glicosilación [45 ].

Asamblea de bunyavirus se cree que ocurre sobre todo en las fábricas de virus tubulares que contienen componentes tanto celulares y virales situadas alrededor del complejo de Golgi [ 37 , 46 , 47 ]. De nucleótidos libres, la L polimerasa viral produce copias complementarias de todo el genoma llamado antigenomas virales que también están presentes como RNP y son necesarios para la producción de altas cantidades de genomas virales. Recién formado RNP genoma entonces se acumulan en el complejo de Golgi donde interactúan directamente con los dominios C-terminal de las glicoproteínas de Gn y Gc [ 48 - 51 ]. La maduración de las partículas virales se produce a través de gemación a través de la membrana modificada del aparato de Golgi. Para Orthobunyavirus, estos pasos dependen de la proteína Nm que está asociado con el aparato de Golgi a través de tres dominios transmembrana [ 52 , 53 ]. A continuación, las partículas de virus maduro se transportan en vesículas a la membrana plasmática donde se liberan en el compartimiento extracelular por exocitosis. Otros cambios morfológicos entonces se producen como resultado la liberación de partículas virales extracelulares totalmente infecciosas.

3.3. Patogenicidad

La patogenicidad de Orthobunyavirus depende de múltiples factores virales codificadas por los tres segmentos genómicos. Por ejemplo, la capacidad neuroinvasiva del virus de La Crosse, otro Orthobunyavirus del serogrupo California, está determinada por la polimerasa y / o las glicoproteínas, mientras que la respuesta inmune del huésped se inhibe por NSs que antagoniza la expresión de interferón de tipo I (IFN-I) y la transcripción mediada por la ARN polimerasa II [ 54 - 59 ]. NSs de Bunyamwera (Bunyamwera serogrupo), el virus prototipo para el Orthobunyavirus género y la Bunyaviridae familia, también contribuye a la patogénesis viral y parece ser un importante factor de virulencia. Esta proteína no estructural inhibe la síntesis de proteínas y el anfitrión respuesta antiviral celular al interferir con la transcripción de ARN polimerasa II-dependiente, la producción de IFN-I y la apoptosis mediada por IRF-3 [60 - 65 ].

Aunque no existe una conservación de la secuencia, NSs de otras bunyavirus también están involucrados en la patogénesis y la inhibición de la respuesta antiviral de la célula huésped. Por ejemplo, NSs de Rift Valley virus de la fiebre suprime la transcripción anfitrión al interferir con las subunidades del factor de transcripción II H (TFIIH) complejo, degrada activado por dsRNA la proteína quinasa (PKR) y reprime la activación del promotor de IFN-β a través de su asociación con una subunidad del complejo represor Sin3A [ 66 - 70 ].

Sin embargo, poco se sabe acerca de los factores virales implicadas en la patogenicidad de los virus implicados en la medicina veterinaria, como el virus Akabane, virus Shamonda y SBV. Recientemente, se demostró que los receptores de IFN-I (IFNAR) los ratones knock-out [ 71 ] son susceptibles a la infección SBV y pueden desarrollar la enfermedad fatal como se informó anteriormente para el virus de La Crosse [ 72] y que la inyección intracerebral de SBV es letal para NIH -Swiss ratones [ 36 ]. Por otra parte, un estudio ha sugerido que el suero infecciosa del ganado es más adecuado para estandarizada modelo de infección SBV que el cultivo de cosecha propia del virus [ 73 ]. Estos modelos podrían ser útiles en el futuro para estudiar SBV patogénesis y contribuir al diseño de vacunas. Sistemas de genética inversa también se han desarrollado para SBV y proporcionar una herramienta poderosa para caracterizar el virus [ 36 , 74 ]. Los virus recombinantes que carecen de NSs ya se han generado para estudiar el papel de la proteína viral como un factor de virulencia. Se demostró posteriormente que NSS no es esencial para que el virus se replica in vitro [ 36 , 74 ], pero un virus que carecen de la proteína viral es atenuada en ratones recién nacidos [ 36 ].NSs se encontró para bloquear la síntesis de proteínas [ 74 ] y para interferir con la producción de IFN [ 36 ,74 ] lo que sugiere que, de manera similar a otros bunyavirus, NSs de SBV es capaz de modular la respuesta inmune innata host.

3.4. Filogenia

Análisis filogenético inicial de los segmentos genómicos SBV indicó que SBV muestra 69% de identidad con virus Akabane para el segmento L, 71% de identidad con virus Aino para el segmento M y la identidad de 97% con el virus de Shamonda para el segmento S [ 3 ]. Después de análisis de datos de secuencia adicionales, se informó de que el segmento M de la identidad superior Sathuperi y visualización Douglas Orthobunyavirus con SBV mientras que el S y L ​​segmentos están más cerca del virus Shamonda [ 75 ].Todos estos virus pertenecen al serogrupo Simbu, aunque no protección cruzada Se ha informado entre ellos.Todos juntos, estos estudios sugirieron que los 3 segmentos genómicos de SBV podrían ser el resultado de una recombinación entre el segmento M del virus y segmentos S Sathuperi y L del virus Shamonda. Sin embargo, otro grupo ha determinado recientemente las secuencias casi completo del genoma del virus 9 de los serogrupos Simbu pertenecientes a cinco especies (es decir, especies de virus Shamonda (virus Shamonda, virus Peaton y el virus de Sango), las especies de virus Sathuperi (virus de Douglas y el virus Sathuperi) , especies de virus Suni (virus Aino y virus Suni), especies de virus Akabane (virus Sabo) y especies de virus Simbu (virus Simbu)) [ 6 ]. El análisis filogenético de todas estas secuencias ha mostrado que SBV pertenece a los virus Sathuperi especies. Esta conclusión también es apoyada por una investigación serológica que demuestra que el virus de Douglas y virus Sathuperi, pero no Shamonda, se neutraliza por el suero anti-SBV [ 6 ]. En este estudio, se sugirió también que SBV es un antepasado de virus Shamonda, siendo este último un genoma reordenado que contiene el S y segmentos genómicos L de SBV y el segmento M de un virus sin clasificar.

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4. Los signos clínicos

Ovejas y cabras parecen estar muy ligeramente afectados por la infección SBV. Los síntomas son más evidentes en las vacas adultas, e incluyen la pérdida de apetito, hipertermia y la diarrea, que puede conducir a una reducción del 50% en la producción de leche [ 76 - 78 ]. Los síntomas suelen desaparecer a los pocos días. La viremia inducida por SBV es de corta duración, con una duración de 2 a 6 días en el ganado [ 3 , 78].

En diciembre de 2011, Países Bajos informó un efecto teratogénico de SBV en ovejas con manifestaciones comparables a los observados para Akabane y Aino virus [ 79 - 82 ]. Hembras infectadas son capaces de transmitir el virus a los fetos (ovina, caprina y bovina), que desarrollaron malformaciones atípicos líderes con mayor frecuencia a la muerte intrauterina o la muerte inmediatamente después del nacimiento.Malformaciones congénitas más comunes y signos clínicos en los animales abortados y nacidos muertos incluyen un trastorno neuro-músculo-esquelético llamada artrogriposis, tortícolis severa, anquilosis, cifosis, lordosis escoliosis, trastornos braquignatia inferiores y neurológicos como la amaurosis, ataxia y / o alteraciones del comportamiento ("ficticia síndrome "como se observa durante la epizootia causada por BTV serotipo 8 (BTV-8) [ 83 - 85 ] (Figura  2 ).

Figura 2

Las manifestaciones clínicas de SBV. Necropsia de un sufrimiento ternero de tres días de edad, SBV-positiva de amaurosis y hidranencefalia (AB) y un cordero presentar artrogriposis muerto SBV-positivo y hidranencefalia (CD) . (A) Los hemisferios cerebrales fueron reemplazados .. .

En caso de gestación doble, uno de los gemelos puede sufrir de artrogriposis y el otro de trastornos neurológicos. Uno de los gemelos también puede nacer con formato incorrecto y el otro viable o solamente afectado por un retraso en el crecimiento.

Los recién nacidos sufren de trastornos neurológicos graves que generalmente conducen a la muerte de los animales de varias horas a varios días después del nacimiento. Se informó que un ternero de edad de una semana SBV-positivos nacidos a término mostró lesiones severas del sistema nervioso central, trastornos graves de la corteza cerebral, los ganglios basales y el mesencéfalo, porencefalia grave o hidranencefalia pero nadie artrogriposis [ 86 ]. Curiosamente, el genoma SBV era todavía detectable en el SNC, lo que sugiere que es capaz de persistir en el feto infectado después del nacimiento.

Necropsia ha revelado algunos casos de hidranencefalia (falta de los hemisferios cerebrales del cerebro), hidrocefalia, hipoplasia cerebral y del cerebelo y porencefalia [ 84 , 86 - 88 ] (Figura  2 ).

Los estudios histológicos han revelado la inflamación linfohistiocitario en el sistema nervioso central y nódulos gliales en el mesencéfalo y el hipocampo en especie ovina. Astrogliosis y microgliosis se detectaron tanto en terneros y corderos y algunos casos de hipoplasia miofibrilar de los músculos esqueléticos fueron reportados para ambas especies [ 84 ]. El examen histológico del cerebro y la médula espinal de un ternero de diez días de edad SBV RT-qPCR positivo también ha informado de la presencia de meningoencefalitis y la poliomielitis [ 89 ]. Además, inmunohistoquímica y en los métodos de hibridación in situ realizadas en las secciones del cerebro han sugerido que las neuronas son el principal objetivo para la replicación del SBV en corderos y terneros recién nacidos infectados de forma natural [ 36 , 88 ].

En el caso del virus Akabane, la infección del feto se produce entre el 28 º y 36 º día de la gestación en el ganado ovino, la 30 ª y 50 ª día en cabras y el 76 º y 174 º día en bovinos [ 81 ]. La gravedad de la lesión fetal depende del momento de la infección durante la gestación y el daño máximo se produce cuando los tejidos neuronales están diferenciando [ 78 , 81 , 90 ]. Detección del genoma del SBV en el cerebro, la sangre o muestras de bazo en rumiantes abortados o nacidos muertos con malformaciones, que representan la mayoría de los casos diagnosticados de diciembre 2011 a marzo 2012 para corderos y 03-junio 2012 para terneros, indica que se ha producido la infección de la madre durante la gestación, en el otoño de 2011 [ 29 ].Un estudio ha estimado que el riesgo de infección para los fetos SBV nacidos de vacas infectadas con el primo después de la formación de la placenta y el 28% [ 91 ]. No hay signos clínicos visibles están presentes en el nacimiento en el útero si la infección se produce mientras el sistema inmune del feto es capaz de controlar la infección [ 91 ].

SBV puede infectar bisontes como se informa en Alemania [ 92 ]. El virus también es capaz de infectar a los cérvidos salvajes y llamas, pero no hay signos clínicos o anormalidades macroscópicas se registran para estas especies [ 93 , 94 ]. El virus puede infectar a otras especies salvajes y animales domésticos tales como caballos o perros, como se informó en busca de virus pertenecientes a la Orthobunyavirus género. Sin embargo, la infección SBV aún no ha sido reportado en estas especies. La mayoría de los virus del serogrupo Simbu no se consideran zoonótica, con la excepción del virus Oropouche, que puede infectar a los humanos y provocar síntomas gripales severos. Hasta la fecha, no hay evidencia de infección SBV en los seres humanos se ha informado y no hay anticuerpos neutralizantes SBV se han detectado en el suero de personas (agricultores y veterinarios) expuestos al virus [ 95 , 96 ].

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5. Transmisión

La mayoría de bunyavirus son transmitidos por vectores artrópodos y, en particular, mosquitos, phlebotoms, Culicoides, garrapatas y trips, con la excepción de hantavirus que se transmiten por los roedores. Los estudios han demostrado que los virus dentro del serogrupo Simbu se transmiten principalmente por Culicoides, sino también por los mosquitos de los Aedes y Culex género y por varias especies de garrapatas [97 , 98 ]. Recientemente, un estudio ha reportado la presencia del genoma del SBV en un charco de Culicoides ( C. obsoletus compleja , C. chiopterus y C. dewulfi ) atrapados entre julio y octubre de 2011 en Bélgica [ 99 ]. Culicoides de la C. obsoletus grupo atrapado en Dinamarca durante el mismo período también contenía SBV ARN [ 100 ]. Además, SBV ARN se detectó en C. obsoletus complejo y C. chiopterusrecoge en agosto-septiembre de 2011 en los Países Bajos, donde se estimó la prevalencia de SBV entre Culicoides en este período en alrededor de 0,25% [ 101 ]. El virus también se ha encontrado en jejenes en Noruega, Polonia y Suecia [ 102 - 104 ]. Estos estudios sugieren que las especies de Culicoides identificados como vectores para BTV también actúan como vectores para la transmisión de SBV [ 105 - 108 ]. Hasta la fecha, no hay estudios se han llevado a cabo para evaluar la capacidad de otros artrópodos, tales como mosquitos y garrapatas, para actuar como vectores para la transmisión de SBV.

Los casos de infección aguda SBV se registraron tras el inicio de la temporada 2012 del vector en Francia, Reino Unido, Suiza, Alemania e Italia [ 11 - 14 , 17 , 29 , 31 ]. Todavía no se sabe cómo SBV es capaz de persistir a pesar de la temporada de invierno. Podría ser el resultado de la población de vectores sobrevivir a la temporada de frío o el virus persiste en la población bovina o en otros embalses. Se ha informado de que algunos de Culicoides especies son actuales edificios de la granja en el interior durante el invierno y son capaces de completar su ciclo de vida en recintos de los animales [ 109 , 110 ]. Es entonces posible que SBV es capaz de persistir de año en año en la población de vectores pesar de las temperaturas invernales.