Metabolismo

Metabolismo de los glúcidos

Las celulosa sintasas son unas enzimas que catalizan la reacción de adición de una molécula glucosa a una cadena de celulosa en formación. Según el Comite de Nomenclatura de la Unión Internacional de Bioquímica y Biología Molecular existen dos enzimas celulosa sintasa que utilizan UDP-glucosa o GDP-glucosa para llevar a cabo la reacción. Sus números EC son 2.4.1.12 y 2.4.1.29 respectivamente.^1 2

UDP-glucosa + (1,4-β-D-glucosil)_n  UDP + (1,4-β-D-glucosil)_n+1

GDP-glucosa + (1,4-β-D-glucosil)_n  GDP + (1,4-β-D-glucosil)_n+1

Ambas enzimas participan en la síntesis de la celulosa.

La celulosa es la base de la pared celular, sirviendo de armazón para la unión de otros componentes. Los complejos enzimáticos de celulosa sintasa están unidos a la membrana y tienen una estructura en rosetas hexaméricas de 25-30 nm de diámetro, que se puede observar mediante criofractura (Brown et al., 1996). Cada subunidad de la roseta emplea UDP-glucosa como sustrato para generar cadenas de β(1-4)-glucano.

Las proteínas de las subunidades catalíticas de la celulosa sintasa (CesA) están codificadas por genes de la familia CesA. Por ejemplo, en Arabidopsis hay al menos 10 genes de esta familia (Doblin et al., 2002). Cada unidad hexamérica de la roseta contiene seis subunidades, y cada subunidad contiene seis proteínas CesA, de forma que cada roseta contiene un total de 36 proteínas CesA. Estudios genéticos indican que en cada roseta debe haber como mínimo tres proteínas diferentes, y además serán diferentes según se forme una pared primaria (CesA1, CesA3 y CesA6) o secundaria (CesA4, CesA7 y CesA8) (Somerville, 2006).

Las proteínas CesA tienen un gran tamaño (sobre 1000 aminoácidos) y son proteínas de membrana: tienen ocho dominios transmembrana y un dominio hidrofílico hacia el citosol.

Además de las proteínas CesA, la síntesis de celulosa requiere otras proteínas, entre las que se pueden destacar las codificadas por los siguientes genes:

• KORRIGAN: codifica una β(1,4)-glucanasa (Lane et al., 2001)

• CYT1: su producto está relacionado con la biosíntesis de GDP-manosa (Lukowitz et al., 2001)

• PEANUT: codifican enzimas relacionados con la biosíntesis de glucosilfosfatidilinositol anclado a membrana

• COBRA: codifica una proteína esencial para la organización de las microfibrillas (Roudier et al., 2005)

Hemicelulosas:

Los genes de la familia CSL (Cellulose Synthase Like) codifican las glicano sintasas que participan en la síntesis de los polisacáridos que conforman los esqueletos de las hemicelulosas. Los genesCSL pertenecen a la misma superfamilia que los genes CesA y aparentemente están en el genoma de todas las plantas (Keegstra y Walton, 2006). Los CSLA codifican manano sintasas (Dhugga et al., 2004) y los CSLC glucano sintasas (Cocuron et al., 2007).

Además de estos esqueletos, las hemicelulosas contienen cadenas laterales que son añadidas mediante glicosiltransferasas que son proteínas integrales de membrana con un dominio catalítico hacia el lumen del Golgi (Keegstra y Raikhel, 2001).

• Fucosiltransferasa: identificada en Arabidopsis y en guisante. En Arabidopsis el gen responsable es el AtFT1. Un mutante deficiente en fucosa de Arabidopsis (mur2) mostró una mutación en este gen (Vanzin et al., 2002; Perrin et al., 2001)

• Galactosiltransferasa: añade galactosa en el tercer residuo de xilosa de la estructura XXXG. En A. thaliana está codificada por MUR3. El mutante mur3 carece de fucosa debido a la falta de galactosa en el lugar en el que la fucosa debería ser añadida (Madson et al., 2003).

• Xilosiltransferasa: una de las xilosiltransferasas (XT1) fue identificada por su similaridad con una galactosiltransferasa del fenogreco. Su función fue determinada por la expresión de genes candidatos en Pichia pastoris, demostrando que XT1 cataliza la transferencia de UDP-xilosa al β(1,4)-glucano. Posteriormente se identificó GT34, una xilosiltransferasa que presenta propiedades similares.

Pectinas:

Mediante aproximaciones genéticas se han identificado algunos genes relacionados con la biosíntesis de pectinas, entre los que se pueden destacar QUA1, NpGUT1 o PARVUS/GLZ1.

Se identificaron dos mutantes de Arabidopsis (qua1-1, qua1-2) que se caracterizaban por una reducción en el contenido de ácido galacturónico en su pared celular (Bouton et al., 2002). Posteriormente, se demostró que los mutantes qua1 presentaban una reducción en la actividad galacturonosiltransferasa y una reducción de la actividad xilano sintasa indirecta (Orfila et al., 2005).

En Arabidopsis se conocen la GAUT1 (Sterling et al., 2006), que es una galacturonosil transferasa; RGXT2 (Egelund et al., 2006) que es una xilosil transferasa de ramnogalacturonano II y XGD1 (Jensen et al., 2008) que es una xilosil transferasa de xilogalacturonano.

El Ciclo de Cahill o ciclo alanina-glucosa es un ciclo metabólico muy parecido al ciclo de cori. En el músculo, cuando los aminoácidos se degradan para ser combustible, normalmente provenientes del músculo mismo cuando se esta en un estado de inanición, los grupos amino son recogidos como glutamato a través de una transaminación. El glutamato entonces entrega su grupo α-amino al piruvato, reacción mediada por la alanina aminotransferasa. Sin embargo, es de recordarse que la alanina también puede formarse de otros aminoácidos como valina e isoleucina, y no solo por Proteólisis. La alanina formada pasa a la sangre y de ahí al hígado. Estando en los hepatocitos, la alanina aminotransferasapasa el grupo amino de la alanina al α-cetoglutarato, formando nuevamente piruvato y glutamato. Aquí el glutamato puede desviarse al ciclo de la urea por la glutamato deshidrogenasa, liberando amonio (NH⁺₄). Algo muy útil, ya que el músculo no puede sintetizar la urea a partir de un ion amonio.

Por el otro lado, el piruvato como metabolito a la gluconeogénesis donde el hígado reforma glucosa la cual regresa por la sangre hasta el músculo donde esta lista para entrar a la glucolisis y servir de combustible, o bien, almacenarse como glucógeno muscular.

Además de lo mencionado anteriormente, este ciclo también recicla esqueletos carbonados (α-ácidos) entre el músculo y el hígado.

Músculo esquelético

El músculo esquelético puede utilizar diferentes combustibles como glucosa, ácidos grasos y cuerpos cetónicos. Este órgano puede presentar grandes diferencias en la demanda energética en dependencia a la actividad que realiza. En el músculo en reposo el principal combustible son los ácidos grasos, mientras que durante el ejercicio intenso y de corta duración la glucosa es la principal molécula combustible, que la puede obtener a partir de la degradación del propio glucógeno muscular. El glucógeno muscular, que constituye las tres cuartas partes de todo el glucógeno del ser humano, no puede suministrar glucosa a otros tejidos por el déficit en las células musculares de la enzima glucosa-6-fosfatasa.

Durante el ejercicio intenso el producto de la glucólisis anaerobia, el lactato, sí puede salir de las células musculares hacia la sangre, llegar al hígado, para convertirse en glucosa mediante la gluconeogénesis y regresar al músculo en forma de glucosa (ciclo de Cori, Fig. 12.1).

Fig. 12.1. Ciclo de Cori.

También otro producto del metabolismo muscular es el aminoácido alanina, que se obtiene por transaminación del ácido pirúvico formado en la glucólisis. Este aminoácido puede llegar al hígado y convertirse allí en pirúvico de nuevo por transaminación, formar glucosa por la vía de la gluconeogénesis y regresar esta biomolécula al músculo por la sangre (Fig.12.2 ciclo de la alanina o de Cahill). Otro aminoácido que también exporta el músculo en gran cantidad es la glutamina, que pasa al intestino como combustible y preferentemente al riñón donde por acción de la enzima glutaminasa forma ácido glutámico y NH_3, combinándose este último con los H⁺ excretados por el riñón para formar NH₄⁺.

Fig. 12.2. Ciclo de CahilL.

El músculo contiene también otra fuente de energía capaz de movilizarse en determinadas condiciones, que son sus propias proteínas. Sin embargo esto puede resultar peligroso para la salud humana, y normalmente, esa degradación se regula de manera tal que se reduzca al mínimo, excepto en etapas avanzadas del ayuno prolongado.

También el músculo contiene una reserva de energía importante en las moléculas que posee de fosfocreatina. Sin embargo esta reserva se agota muy rápido al cabo de algunos minutos de contracción muscular y debe reponerse, al igual que ocurre con el glucógeno muscular.