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Una planta, para crecer, necesita luz, CO2, agua y elementos minerales, incluido el nitrógeno, del suelo. Con todos estos elementos, la planta fabrica materia orgánica, convirtiendo materiales sencillos en los complejos compuestos orgánicos de que están compuestos los seres vivos. La planta no se limita a aumentar su masa y su volumen, sino que se diferencia, se desarrolla, adquiere una forma y crea una variedad de células, tejidos y órganos. ¿Cómo puede una sola célula, el zigoto, ser el origen de las variadísimas partes ─ vástago, raíz, flor, fruto, semilla ─ que componen el extraordinario individuo conocido como una "planta normal"? Muchos de los detalles de cómo están regulados estos procesos no son conocidos, pero ha quedado claro que el desarrollo normal depende de la conjunción de numerosos factores internos y externos. Los principales factores internos son compuestos químicos, y éstos vas a ser el objeto de la presente unidad temática. Algunos factores externos ─ luz, temperatura, longitud del día, gravedad, y otros ─ que también afectan al desarrollo de las plantas serán discutidos en la unidad siguiente.
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Las sustancias controladoras del crecimiento en las plantas son conocidas comofitohormonas (hormonas vegetales).
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Características:
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Son pequeñas moléculas químicas que afectan al desarrollo y crecimiento de los vegetales a muy bajas concentraciones.
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Por ejemplo, en el vástago de una piña tropical (Ananas comosus) sólo se encuentran 6 mgramos de ácido indolacético (auxina), una conocida fitohormona, por kilogramo de material vegetal (el peso de la hormona en relación con el vástago es comparable al peso de una aguja en 22 toneladas de heno).
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Son sintetizados por las plantas.
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En las hormonas animales, su definición incluye el hecho de que son sintetizados en un lugar del organismo y transportados a otro distinto donde ejercen su acción. En las hormonas vegetales esto no es necesariamente cierto.
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El término "hormona" procede de una palabra griega (hormaein) que significa excitar. No obstante, hoy se sabe que muchas hormonas tienen efectos inhibitorios. De modo que en lugar de considerar las hormonas como estimuladores, quizá sea más útil considerarlas como reguladores químicos.
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La respuesta a un "regulador" particular depende no sólo de su contenido (estructura química) sino de cómo es "leído" por el receptor (especificidad tisular).
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Definición de fitohormona: Compuesto orgánico sintetizado en una parte de la planta y que se transloca a otra parte donde, a muy bajas concentraciones, elicita una respuesta fisiológica.
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No todas las fitohormonas son necesariamente translocadas (el etileno, p.e.).
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Algunos compuestos inorgánicos (Ca2+, K+) producen respuestas fisiológicas y pueden moverse por la planta pero por no ser sintetizados por ella no se consideran hormonas vegetales.
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Lo mismo podemos decir de algunos fitorreguladores sintéticos como el 2,4-D (análogo auxínico).
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La sacarosa no es una hormona aunque la fabrica la planta, se transloca y produce efectos en el desarrollo debido a que se necesitaen grandes cantidades. Lo mismo respecto a otros metabolitos (>1 mM - 50 mM o más )
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Se conocen cinco grupos principales de hormonas vegetales o fitohormonas: lasauxinas, las citocininas, las giberelinas, el etileno y el ácido abscísico.
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Todas ellas actúan coordinadamente para regular el crecimiento en las diferentes partes de una planta (Figura 14.1).
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Otras sustancias que eventualmente pueden clasificarse como fitohormonas son: las poliaminas, los jasmonatos, el ácido salicílico, losbrasinosteroides, y la sistemina.
 | Figura 14.1 Coordinación hormonal del crecimiento en diferentes partes de una planta. (AIA es el ácido indolacético, una auxina; CQ, citocinina; ABA, ácido abscísico; AG, ácido giberélico). [Figura modificada de Rost, T.I et al., (1997). "Plant Biology".Wadsworth Publishing Company] |
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¿Cómo actúan las fitohormonas? Dos mecanismos generalmente aceptados:
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La hormona atraviesa la membrana celular de la célula diana y alcanza el citoplasma.
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Allí se une a una molécula adecuada (receptor) y forma un complejo hormona-receptor. A partir de aquí, el complejo puede disociarse o puede entrar en el núcleo como tal y afectar a la síntesis de los ARNm. Esta efecto sobre la transducción es lo que produce la respuesta fisiológica.
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La hormona se une a un receptor de membrana en la célula diana.
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La unión hormona-receptor produce en este último un cambio conformacional que conduce a una cascada interna de reacciones citoplásmicas que pueden producir efectos muy variados: nuevas actividades enzimáticas, modificación de procesos metabólicos, inducción de síntesis de ARNm, etc.
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Algunas de las primeras experiencias registrados sobre sustancias reguladoras del crecimiento fueron llevados a cabo por Charles Darwin y su hijo Francis y fueron dados a conocer en el libro The Power of Movement in Plants (La capacidad del movimiento en las plantas), publicado en 1881.
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Los Darwin trabajaron con plántulas de alpiste (Phalaris canariensis) y de avena (Avena sativa) y realizaron las primeras observaciones sistemáticas referentes a la encorvadura hacia la luz (fototropismo).
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Probaron que si se cubría la parte superior de una plántula (el denominado coleoptilo; Figura 14.2) con un cilindro de metal o con un tubo de vidrio ennegrecido con tinta china y se le exponía a una luz lateral, no se producía el encorvamiento característico en la parte inferior del vástago (Figura 14.3). En cambio, si en los ápices se colocaban tubos de vidrio transparentes, el encorvamiento ocurría normalmente.
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En 1926, el fisiólogo vegetal holandés Frits W. Went consiguió aislar esta "influencia" de las plantas que la desencadenaba.
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Went cortó los ápices de los coleoptilos correspondientes a cierto número de plántulas de avena y los colocó por espacio de una hora sobre láminas de agar, de modo que las superficies de corte estuviesen en contacto con el agar.
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Entonces cortó el agar en pequeños cubitos y los colocó, descentrados, en cada sección de los brotes decapitados, las cuales fueron mantenidas en oscuridad durante todo el experimento.
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Al cabo de una hora, observó una curvatura apreciable hacia el lado contrario de donde estaba colocado el bloque de agar (Figura 14.4). Los bloques de agar que no habían sido puestos en contacto con ápices de coleoptilo no producían encorvadura alguna, o bien producían una ligera curvatura hacia el lado en que había sido colocado el bloque de agar. Los bloques de agar que habían sido puestos en contacto con un trozo de coleoptilo de la parte baja no produjeron ningún efecto fisiológico.
  | Figura 14.4 Experimentos de Went. (a) Went cortó los ápices de los coleoptilos y los colocó en agar durante 1 hora.(b) El agar era luego cortado en pequeños bloques y cada uno de ellos se colocaba en un lado de los coleoptilos decapitados de las plántulas. (c) Las plántulas, que se mantenían en oscuridad durante la experiencia, se curvaban entonces hacia el lado opuesto a donde se había colocado el bloque de agar(d). A partir de estos resultados, Went concluyó que la "influencia" que causaba la curvatura en la plántula era un compuesto químico y que se acumulaba en el lado opuesto a la zona iluminada. (e) La curvatura es el resultado de la influencia de la hormona auxina. Su efecto es el de promover el alargamiento celular. En el experimento de Went, las moléculas de auxina (puntitos negros) se transfirieron primero al agar y luego, mediante los cubitos de agar, a un lado del brote de la plántula. [Figura modificada de Curtis, H. y Barnes, N.S. (1997). “Invitación a la Biología”. Ed. Panamericana].
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Con estos experimentos, Went demostró que el ápice del coleoptilo ejerce sus efectos mediante un estímulo químico (es decir, una hormona), más bien que con un estímulo físico, tal como uno de naturaleza eléctrica. Este estímulo comenzó a conocerse con el nombre de auxina, término creado por Went a partir de la palabra griega auxein, "aumentar".
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La curvatura producida en el coleoptilo de avena a causa de la colocación de un bloque de agar conteniendo auxina se debe a una distribución asimétrica de ésta, que se traduce en un incremento asimétrico del tamaño celular en el coleoptilo; las células situadas debajo del bloque de agar con auxina, tienen un mayor crecimiento en longitud que aquéllas situadas en el extremo opuesto. Las condiciones para la utilización de los coleoptilos de avena y la colocación de los bloques de agar se ha estandarizado de forma que el ángulo de curvatura producido (medido con un protractor) puede ser usado para determinar la cantidad de auxina presente en dicho bloque. Utilizando esta técnica, conocida como bioensayo de la curvatura de la Avena, algunos investigadores fueron capaces de aislar e identificar la auxina que se encuentra de forma natural en las plantas. Esta resultó ser químicamente el ácido indolacético (AIA, de forma abreviada).
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Como puede verse en la Figura 14.5, el AIA se parece mucho al aminoácido triptófano, y probablemente es éste el precursor del AIA formado en la planta viva, aunque se conocen cuatro vías de formación del AIA cada una de ellas con un intermediario distinto. Diferentes grupos de plantas emplean distintas rutas para producir AIA a partir del triptófano. Además, algunas plantas, tales como el maíz (Zea mays) emplean distintas rutas según su estado de desarrollo. La auxina se produce en los ápices de los coleoptilos de las gramíneas y en los meristemos apicales de los tallos y, en menor proporción, de las raíces. También se encuentra en los embriones, en cantidades notables, y en las hojas jóvenes, flores y frutos.
 | Figura 14.5 Biosíntesis del ácido indolacético (indol 3-acetato; auxina) a partir de triptófano en plantas y en bacterias. Las enzimas que sólo se presentan en bacterias están marcadas con un asterisco. El NAD+ y el NADP+ se sintetizan también a partir del triptófano. [Figura modificada de Taiz, L. and Zieger, E., (1998), “Plant Physiology”. 2nd ed., Sinauer Associates, Inc., Publishers]. |
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La auxina se fabrica principalmente en los meristemas apicales de los brotes y de allí se mueve a otras partes de la planta, siempre en dirección de tallo a raíz (basipetal). En el tallo la auxina es indispensable para el crecimiento. En la Figura 14.6 podemos ver la estructura del ácido indol-3-acético y de otras auxinas naturales.
  | Figura 14.6 (Arriba) Estructura de algunas auxinas naturales. Aunque el ácido indol-3-acético (AIA; IAA) se encuentra en todas las plantas, otros compuestos relacionados también poseen actividad auxínica. En guisantes, por ejemplo, aparece el ácido 4-cloroindol-3-acético (4-Cl-IAA). Otros compuestos que no son indoles, como el ácido fenilacético (AFA, PAA) también poseen actividad auxínica. No está claro el papel que juegan estas otras auxinas en el desarrollo de la planta. Las formas disociadas del AIA y de la auxina sintética 2,4-D muestran las cargas negativas presentes sobre el grupo carboxilo y la cargas positivas sobre el anillo, separadas entre si 5.5 Å. (Abajo) Ejemplos de algunas auxinas sintéticas. La mayoría de ellas se emplean como herbicidas en horticultura y agricultura. Las más empleadas son las señaladas con un recuadro azul oscuro, es decir, el ácido 2-metoxi-3,6-diclorobenzoico (dicamba) y el ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) ya que son muy estables y no son degradados por las plantas. [Figuras modificadas de Taiz, L. and Zieger, E., (1998), “Plant Physiology”. 2nd ed., Sinauer Associates, Inc., Publishers]. |
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Efectos fisiológicos producidos por la auxina.
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La auxina estimula la elongación celular.
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La auxina incrementa la extensibilidad de la pared celular: hipótesis del crecimiento ácido.
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Los efectos estimulantes de las auxinas sobre el crecimiento de tallos y raíces es la consecuencia del alargamiento celular. Bajo la influencia de la auxina, la plasticidad de la pared celular aumenta y la célula se ensancha en respuesta a la turgencia que provoca la entrada de agua en la vacuola (Figura 14.7).
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Las auxinas activan las proteínas transportadoras de iones hidrógeno (H+) de la célula a la pared celulósica. Como resultado de este movimiento, la pared celular se acidifica y esto hace activar una enzima de la pared celular que rompe los enlaces cruzados entre las cadenas de celulosa. Esto permite que las moléculas se deslicen entre sí al aumentar la turgencia sobre la pared celular (Figura 14.7).
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Esta respuesta llamada crecimiento ácido es rápida y se produce a los 3-5 minutos, alcanzando un máximo a los 30 minutos y finalizando al cabo de 1 a 3 horas.
 | Figura 14.7 Las auxinas y el alargamiento celular y la curvatura de los tallos hacia la luz. (a) Con el estímulo luminoso, la auxina se desplaza hacia el lado oscuro del tallo, (b) con lo que aumenta la concentración de la hormona en ese lado. (c) En estas células, la mayor concentración de auxina estimula el transporte de H+ del citoplasma a la pared celular (flechas negras curvas). La acidez que se origina activa una enzima de la pared celular que rompe los enlaces puente entre las moléculas de celulosa, con lo que la plasticidad de la pared se ve aumentada. El agua que entra por ósmosis en la vacuola celular hace aumentar la turgencia (flechas azules verticales) y la célula se alarga (d).Las células situadas en el lado iluminado no se alargan (e) y, como resultado, el brote se curva hacia la luz. [Figura modificada de Curtis, H. y Barnes, N.S. (1997). “Invitación a la Biología”. Ed. Panamericana].
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La auxina producida por la yema apical caulinar inhibe el desarrollo de las yemas laterales.
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Poco tiempo después del descubrimiento de la auxina y del reconocimiento de su actividad en la regulación de la elongación célula, se descubrió un efecto inhibidor de la misma en relación a las yemas laterales.
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Por ejemplo, si el meristemo apical de una planta de judía se corta, las yemas laterales comienzan a desarrollarse. Sin embargo, si se aplica inmediatamente auxina en la superficie de corte, se inhibe el desarrollo de las yemas apicales (Figura 14.8).
 | Figura 14.8 Dominancia apical en Coleus. (a) La auxina que se sintetiza en el meristema apical caulinar se difunde hacia abajo, reprimiendo el crecimiento de las yemas axilares. Cuanto mayor sea la distancia entre el ápice y la yema axilar, menor será la concentración de auxina, y menor será la represión sobre la yema. (b) Si el meristema apical se corta, eliminándose la producción de auxina, las yemas axilares quedan desinhibidas y comienzan a crecer vigorosamente. [Figura modificada de Curtis, H. y Barnes, N.S. (1997). “Invitación a la Biología”. Ed. Panamericana].
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Al igual que ocurre con la respuesta fototrópica de las plántulas de Avena, esta forma de "dominancia apical" demostraba una forma de "comunicación" entre dos tejidos de la planta mediada por el AIA (Figura 14.9 y animación 14.1). Además, en ambos casos la "influencia" se mueve desde la zona de crecimiento hacia la base de la planta (flujo unidireccional). Esto es debido a que la auxina se transporta activamente en las plantas desde los ápices de los vástagos hasta las zonas basales; es lo que se denomina, dirección basipetal.
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El movimiento ocurre normalmente en los tejidos como un todo a través de las células, más bien que usando los conductos del xilema y del floema. Presumiblemente, el proceso de transporte implique una interacción entre el AIA y la membrana plasmática de las células de la planta.
 | Figura 14.9 Esquema hipotético del transporte polar de las auxinas. El modelo quimiosmótico del transporte polar de las auxinas se muestra en una columna de células situadas en un ápice de coleoptilo. Las bombas ATPasa-H+ usan la energía de los ATP para mantener un adecuado gradiente de protones y de pH entre el citoplasma y la pared celular. Esto conduce a que la pared tenga un pH ácido (5) y por tanto un exceso de cargas positivas. Ambos factores juegan un papel fundamental en el modelo quimiosmótico del transporte auxínico. Observar como los transportadores de AIA– se encuentran siempre en la zona polar de las células. La salida de protones a la pared celular actúa sobre las moléculas de celulosa de la misma. Los enlaces dentro de la pared primaria, se debilitan, y se produce una expansión celular impulsada por la turgencia. La dirección de la expansión la marca la orientación neta de las microfibrillas de la pared celular. Esta respuesta va seguida por efectos a largo plazo. [Figura modificada de Taiz, L. and Zieger, E., (1998), “Plant Physiology”. 2nd ed., Sinauer Associates, Inc., Publishers]. |
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La aplicación de auxina a las plantas causa una variedad de efectos, que difieren según la edad de la planta, la especie, y más particularmente, el tejido donde actúa. Al igual que ocurre con otros compuestos químicos fisiológicamente activos, la auxina es tóxica a altas concentraciones.
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El herbicida 2,4-D es una auxina sintética, una de las varias que han sido sintetizadas artificialmente para una amplia gama de aplicaciones.
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Las auxinas y la diferenciación celular.
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Según han demostrado experimentos efectuados por W.P. Jacobs, las auxinas influyen sobre la diferenciación del tejido vascular durante el alargamiento del tallo. Si se corta y se separa un trozo de tallo de Coleus de forma que se retire parte del tejido vascular del mismo, en su lugar se formarán nuevos tejidos vasculares originados por células de la médula.
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Efectos parecidos se observan en los callos. Un callo es una masa de células indiferenciadas que se forma en las heridas de las plantas o en los cultivos de tejidos a partir de células aisladas. Si sobre un callo de tejido vascular de lila (Syringa) se injerta una yema, se induce la formación de tejido vascular en el callo. Igualmente, si se cultiva un callo en un medio que contiene auxina y azúcar (puesto que el callo no comprende células fotosintetizadoras), se forman tejidos vasculares. El descubrimiento que se describe a continuación, realizado por R.H. Wetmore y sus colaboradores, es bien curioso. Regulando la cantidad de azúcar en el medio, se puede inducir la formación de xilema sólo, de xilema y floema, o de floema sólo. Una concentración baja de sacarosa (del 1.5 al 2.5 %) favorece el xilema; una del 4 % favorece al floema; y una concentración comprendida entre las indicadas favorece la producción de ambas a la vez. Aquí se llega a un punto que es necesario señalar que ninguna de estas sustancias reguladoras del crecimiento actúa sola. Sus efectos son conseguidos, generalmente, en concomitancia con otros factores internos (tales como el azúcar disponible), unos conocidos y otros no, que actúan en el cuerpo de la planta.
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La auxina y el cámbium vascular.
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En las plantas leñosas, la auxina promueve el crecimiento del cámbium. Cuando en la primavera empiezan a crecer las regiones meristemáticas del vástago, la auxina que desciende desde los ápices vegetativos hace que las células cambiales se dividan, formando floema secundario y xilema secundario. También en este caso, estos efectos son modulados por otras sustancias controladoras del crecimiento en el cuerpo de la planta (Figura 14.10).
 | Figura 14.10 Esquema de un experimento que muestra cómo un primordio foliar proporciona un estímulo para la diferenciación del xilema en el procámbium. La muesca que separa el procámbium aísla el tejido de interés por encima de él. (A)control con un primordio foliar intacto. (B) Se ha retirado el primordio foliar. (C)Se ha retirado el primordio foliar y se ha reemplazado con una gota de auxina. La auxina es el sustituto efectivo del estímulo del primordio. [Figura modificada de Rost, T.I et al., (1997). "Plant Biology".Wadsworth Publishing Company] |
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Experimentos realizados con AIA aplicado externamente junto con ácido giberélico indican que, en la planta intacta, las interacciones entre las auxinas y el ácido giberélico determinan las velocidades relativas de producción de floema secundario y xilema secundario.
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Por ejemplo, el AIA y el ácido giberélico estimulan la actividad cambial cuando se aplican a una amplia variedad de plantas leñosas. Sin embargo, el, AIA en ausencia del ácido giberélico estimula solamente el desarrollo del xilema. Con ácido giberélico sólo, se estimula el desarrollo de floema solamente, pero el desarrollo de ambos simultáneamente alcanza un máximo con la presencia de AIA y ácido giberélico.
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La auxina promueve el desarrollo de raíces laterales.
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La auxina, en cantidades pequeñísimas, puede estimular el crecimiento de las raíces. No obstante, en cantidades algo mayores, inhibe el crecimiento de las raíces primarias, aunque puede promover la formación de nuevas raíces secundarias. Estimula el desarrollo de las raíces adventicias y por esta razón se emplean comercialmente para estimular la formación de raíces en esquejes, especialmente en el cultivo de plantas leñosas (Figuras 14.11 y 14.12).
 | Figura 14.11 Esquejes de flor de Pascua (Ilex opaca). Desarrollan fácilmente raíces en el extremo de los tallitos cuando sus bases son tratadas con auxinas. El extremo de los tallos se sumerge durante 5 segundos en soluciones conteniendo 50% de etanol y 0.01% (A) y 0.5% (B) de ácido naftalénacético, NAA (una auxina sintética). Luego fueron cultivados en vermiculita húmeda durante 2 semanas. [Figura modificada de Rost, T. et al. (1998). Plant Biology. Wadsworth Publishing Company]. |
 | Figura 14.12 El pecíolo de la hoja de saintpaula (izquierda) se ha colocado en una solución de auxina sintética durante 10 días antes de tomar la fotografía. El pecíolo de la hoja de la derecha ha estado en agua pura. Se observa el crecimiento de raíces adventicias en el pecíolo de la izquierda. Los jardineros emplean preparados de hormonas inductoras de enraizamiento que contienen auxinas para estimular el desarrollo de las raíces. [Figura tomada de Moore, R.et al.(1998), Botany. WCB McGraw-Hill. ]
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La auxina promueve el crecimiento del fruto. Ordinariamente, si la flor no ha sido polinizada, el fruto no se desarrolla.
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En algunas plantas es suficiente la fecundación de un único saco embrionario para el normal desarrollo del fruto; pero en otros frutos tales como manzanas o melones, que tienen muchas semillas, deben ser fecundadas varias de éstas para que la pared del ovario madure y se haga carnosa.
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Tratando el gineceo de una flor con auxina, es posible obtener un frutopartenocárpico (del vocablo griego parthenos, que significa "virgen" o "doncella"), o lo que es lo mismo, un fruto originado sin haber sido fecundadas sus semillas, como en el caso del tomate o de la uva sin semillas.
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Aparentemente, las semillas en desarrollo son una fuente de auxina.
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En la fresa (Fragaria ananassa), si se extirpan las semillas durante el desarrollo del fruto, que son aquenios, éste deja por completo de crecer. Si se deja una estrecha banda de semillas, el fruto (en el caso de la fresa el receptáculo carnoso) desarrolla un cíngulo abombado en el área ocupada por las semillas. Si se aplican auxinas al receptáculo despojado de semillas, el crecimiento tiene lugar de manera normal (Figura 14.13).
 | Figura 14.13 La auxina producida por el embrión que se está formando promueve la maduración de las paredes del ovario y el desarrollo de los frutos. (A) Fresa normal (Fragaria ananassa). (B)Fresa en la que se han extraído todos los frutos (aquenios). Si se hubiera aplicado una pasta conteniendo auxinas, el crecimiento de la fresa hubiera sido normal. (C) Fresa a la que se han extraído una tira horizontal de aquenios. [Figura tomada de Curtis, H. y Barnes, N.S.(1997). “Invitación a la Biología”. Ed. Panamericana].
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La auxina y el gravitropismo.
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A diferencia de lo que ocurre con el estímulo luminoso unilateral, la gravedad no actúa en forma de gradiente entre las partes superiores e inferiores de un órgano. Todas las partes de una planta experimentan el estímulo gravitacional de forma semejante. ¿Cómo detectan las células de una planta la gravedad? La única forma en que la gravedad puede ser detectada es a través del movimiento de un cuerpo cayendo o en estado de reposo. Unos buenos candidatos en las células vegetales son los grandes y densos amiloplastos presentes en muchas de estas células. Estos amiloplastos son lo suficientemente densos con respecto al citoplasma donde se encuentran como para que se sedimenten en el fondo de las células debido a la gravedad (Figura 14.14). Los amiloplastos que las plantas emplean para detectar la gravedad se denominanestatolitos y se encuentran en células especiales denominadas estatocitos.
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En las raíces, que tienen gravitropismo positivo, los estatocitos se localizan entre las células de la cofia. Siempre que la raíz esté creciendo adecuadamente, los estatolitos estarán sedimentados en las paredes basales de las células. Sin embargo, cualquier variación en la dirección del crecimiento hará que los estatolitos se desplacen hacia las paredes laterales de los estatocitos, alterando así la correcta redistribución de auxina entre las células radicales (Figura 14.15)
 | Figura 14.14 Células centrales de la caliptra. (A) En su orientación vertical normal. (B) Después de que la raíz se haya colocado horizontalmente. Los cuerpos globulares oscuros que contienen almidón son los amiloplastos (estatolitos). Se observa como su posición en la célula cambia al variar la posición de la raíz. [Figura modificada de Curtis, H. y Barnes, N.S. (1997). “Invitación a la Biología”. Ed. Panamericana]. |
 | Figura 14.15 Modelo propuesto para la redistribución del calcio y de la auxina durante el gravitropismo en las raíces. El AIA es sintetizado en el tallo y transportado a la raíz vía sistema vascular. Cuando la raíz está vertical, los estatolitos se depositan en la parte basal de las células de la caliptra. Los iones Ca2+ y la auxina (que se transportan acropetalamente en la raíz) se reparten por igual dentro de la corteza en la zona de elongación, promoviendo la elongación. Cuando la raíz está horizontalmente, los estatolitos se caen por su peso hacia las paredes laterales de las células, lo que dispara el transporte de Ca2+ y la auxina hacia un sola mitad de la cofia. La llegada a la corteza de concentraciones muy elevadas de auxina produce la inhibición del crecimiento y provoca la curvatura de la raíz. [Figura modificada de Taiz, L. and Zieger, E., (1998), “Plant Physiology”. 2nd ed., Sinauer Associates, Inc., Publishers]. |
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La auxina retrasa el comienzo de la abscisión en hojas.
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En las hojas jóvenes se produce auxina, pero parece que ésta no tiene efecto directos sobre la velocidad de crecimiento de las hojas. En cambio, influyen sobre la abscisión (caída de las hojas o de otras partes de la planta).
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Las hojas caen de los árboles a causa de la formación de una zona de abscisión, capa peculiar de células parenquimáticas débiles y de paredes finas, en la base del pecíolo.
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Cuando la hoja se hace vieja, ciertos iones reutilizables y moléculas son retornadas al tallo, entre ellos los iones magnesio, aminoácidos, y azúcares (algunos derivados del almidón). Entonces, en algunas plantas al menos, diferentes enzimas rompen las paredes celulares de las células que forman la zona de abscisión.
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Los cambios en las paredes celulares puede incluir debilitamiento de la lamela media e hidrólisis de las fibras de celulosa. Antes de caer la hoja se desarrolla una capa de súber debajo de la zona de abscisión, que sirve para taponar la cicatriz. Eventualmente, la hoja queda sujeta al árbol solamente por unas pocas fibras de tejido vascular, que puede romperse debido al alargamiento de las células parenquimáticas que se encuentran en la capa de separación.
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La abscisión ha sido correlacionada, entre otras cosas, con una disminución de la producción de auxina en la hoja; bajo ciertas circunstancias, la abscisión puede ser prevenida por la aplicación de auxina.
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El control de la abscisión de las hojas, flores, y frutos es extremadamente importante en la agricultura. La auxina y, más recientemente, el etileno (ver más adelante) han sido usados comercialmente para el tratamiento de un número de especies vegetales.
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Por ejemplo, la auxina previene la caída de hojas y bayas de los acebos (Ilex aquifolium) y por lo tanto minimiza pérdidas durante el transporte. L
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a auxina también previene la caída previa a la recolección de frutos cítricos, un efecto muy importante comercialmente en la producción de naranjas.
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Por otro lado, grandes cantidades de auxina, debido a elevada producción de etileno, producen la caída de los frutos.
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La auxina y el control de las malas hierbas.
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Las auxinas sintéticas han sido empleadas extensivamente para el control de las malas hierbas en las zonas agrícolas. En términos económicos, este es el mayor uso práctico que se realiza de los reguladores del crecimiento de las plantas. Aunque un número de compuestos puede ser empleado para ello, las fenoxi auxinas tales como el 2,4-D y sus derivados químicos son importantes herbicidas y representan aproximadamente el 20 % de los empleados.
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¿Cómo actúa la auxina?
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La auxina incrementa la plasticidad de la pared celular. Cuando la pared celular se ablanda, la célula se dilata debido a la presión del agua dentro de su vacuola (presión de turgencia). A medida que se reduce la presión del agua, por dilatarse la célula, ésta toma más agua y de este modo continua agrandándose hasta que la pared opone resistencia.
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Según parece, el ablandamiento de la pared celular no es debido a la interacción directa entre el AIA y los constituyentes químicos de la pared. Tanto la biosíntesis del ARN como la de proteínas son necesarias para que se dé este efecto de ablandamiento; si son inhibidas, no se observa ni ablandamiento ni crecimiento. Estudios realizados en células caulinares demostraron que el AIA incrementaba la biosíntesis de celulasa, la enzima que digiere la celulosa. Los tejidos vegetales tratados con AIA tienen de 12 a 14 veces más celulasa que los no tratados, en condiciones idénticas. Así, es presumible que, por lo menos, algunos de los efectos producidos en la pared celular por la auxina provengan de la producción de nuevo RNA mensajero codificador de la celulasa, la cual rompe las trabazones que impiden el crecimiento de la pared celular (Figura 14.16).
 | Figura 14.16 Posibles etapas en la acción de la auxina. (1) El AIA se enlaza a un receptor de membrana específico (señalado en la membrana plasmática); (2) el complejo AIA-receptor interactúa con otros ligandos, iniciando una cadena de eventos bioquímicos; (3) las bombas de protones de la membrana se activan, acidificando la pared celular y causando su debilitamiento;(4) se estimulan la síntesis y secreción de los componentes de la pared celular;(5) proteínas reguladoras migran desde el citosol al núcleo; (6) estas proteínas se enlazan a sus sitios reguladores en genes específicos, estimulando la transcripción; (7) la traducción de los ARNm regulados por auxina conducen a proteínas que intervienen en el crecimiento celular. [Figura modificada de Taiz, L. and Zieger, E., (1998), “Plant Physiology”. 2nd ed., Sinauer Associates, Inc., Publishers]. |
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Sin embargo, experimentos recientes han puesto de manifiesto que pueden ser detectadas respuestas de crecimiento en tejido de coleoptilo dentro de los 10 minutos posteriores a la aplicación de la auxina. Este efecto es demasiado rápido para que haya producción de nuevo ARN mensajero, responsable de la síntesis de la celulasa. Esto nos hace pensar que la producción de celulasa no es el modo de acción primariode la auxina sobre la pared de la célula vegetal. Uno de los efectos primarios del tratamiento con auxina implica cambios en el metabolismo celular que producen un rápido bombeo de protones a través de la membrana celular (Figura 14.9). La acidificación resultante de la pared celular conduce, por un mecanismo desconocido, a la hidrólisis de los puentes que unen las distintas moléculas dentro de la pared y, consecuentemente, a la elongación celular forzada por la presión de turgencia. Se han obtenido pruebas de esta hipótesis del crecimiento ácido recientemente y que ayudan a entender mejor el mecanismo de acción de las auxinas. Se ha comprobado el hecho de que soluciones ácidas (pH 5.0-5.5) causan una elongación similar a la producida por el tratamiento con auxinas, mientras que tampones neutros, al prevenir la acidificación, inhiben el efecto de las auxinas sobre la elongación celular.
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Aunque se piensa que esta hipótesis es la más adecuada para explicar el alargamiento inicial como respuesta al tratamiento con auxina, no puede explicar el efecto continuado de los tratamientos con auxina sobre las plantas. De hecho, muchos investigadores afirman ahora que las auxinas tienen dos efectos diferentes sobre la elongación celular: un efecto a corto tiempo, rápido, causado por la hipótesis ácida y un segundo efecto, continuado, debido a la regulación de la expresión génica. Se ha demostrado que la auxina produce la expresión de 10 genes específicos, todos presumiblemente implicados en el crecimiento celular. Se sabe que la etapa afectada por las auxinas es la transcripción. Este efecto de las auxinas sobre la expresión génica parece ser similar al de algunas hormonas en los animales.
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